Wie funktioniert der barorezeptor-reflex?

Durchführung aller Tierversuche in Übereinstimmung mit den lokalen institutionellen Richtlinien und den nationalen Tierversuchsgesetzen. Für diesen Versuch wurden die Studien von der Regierung von Oberbayern genehmigt und standen in Übereinstimmung mit dem deutschen Tierversuchsgesetz.

WT-Tiere (C57BL/6J-Hintergrund) und Mäuse mit erkrankten Sinus-Syndromen mit erhöhter BRS-Sensitivität (Hcn4tm3(Y527F; Nr. R669E; Für diese Studie wurde T670A)Biel)11 (gemischter C57BL/6N- und 129/SvJ-Hintergrund) verwendet. 1. Einrichtung des Geräts: Nehmen Sie einen telemetrischen Sender aus der sterilen Verpackung und kürzen Sie die EKG-Ableitungen auf die Länge, die für die Größe der Maus geeignet ist. Bei einem 12 Wochen alten schwarzen Sexmausmännchen (C57BL/6J) mit einem Gewicht von ~30 g kürzen Sie die positive Elektrode (rot) auf eine Länge von ~45 mm und die negative Elektrode (farblos) auf eine Länge von ~40 mm mit einer Schere.

HINWEIS: Diese Werte dienen als Orientierung und müssen bei Bedarf angepasst werden (Abbildung 2). Entfernen Sie mit einem Skalpell etwa 6 mm des Silikonschlauchs des EKG-Kabels, um die Drähte freizulegen. Decken Sie die Drahtspitzen mit überschüssigen Schläuchen ab und lassen Sie einen ~2 mm breiten Abschnitt des EKG-Kabels frei, um elektrische Signale aufzuzeichnen. Befestigen Sie den Silikonschlauch mit nicht resorbierbarem 5-0-Seidennahtmaterial (Abbildung 2A).

Notieren Sie sich die Seriennummer des Transmitters im Betriebsprotokoll (Ergänzungsdatei 1). Hydratisieren Sie den Transmitter in warmer, steriler 0,9%iger NaCl-Lösung. Wiegen Sie die Maus und notieren Sie ihr Gewicht. Autoklavieren Sie alle chirurgischen Instrumente vor der Operation. Sterilisieren Sie sie während der Operation und zwischen dem Schieben verschiedener Tiere bei trockener Hitze mit einem heißen Glasperlensterilisator.

HINWEIS: Chirurgische Instrumente müssen vor dem Gebrauch auf Raumtemperatur abgekühlt werden, um Hautverbrennungen zu vermeiden. Desinfizieren Sie die Werkbank, um aseptische Bedingungen zu gewährleisten. 2. Chirurgische Implantation der Telemetrie Transmitter für kombinierte EKG- und Blutdruckmessungen Dissektion der linken Arteria carotis communis. Betäuben Sie eine Maus durch intraperitoneale Injektion eines Anästhesiegemisches (100 mg/kg Ketamin; 15 mg/kg Xylazin; 1 mg/kg Acepromazin).

Führen Sie einen Tanype-Test durch, um sicherzustellen, dass die Maus vollständig betäubt ist, bevor Sie mit der Operation beginnen. Verwenden Sie einen Trimmer, um den Operationsbereich von unter dem Kinn bis zu den quer verlaufenden Brustmuskeln zu rasieren. Stellen Sie die Maus in Rückenlage auf ein auf 37 °C eingestelltes Bedienpad. Sichern Sie die Gliedmaßen mit chirurgischem Klebeband und überwachen Sie kontinuierlich die Körpertemperatur mit einem Rektalthermometer (Abbildung 2C).

Wenn die Körpertemperatur unter 37 °C fällt, decken Sie den Körper des Tieres während der Operation mit steriler Baumwollgaze ab. Tragen Sie Augensalbe auf, um die Augen des Tieres während der Narkose zu schützen. Tragen Sie Haarentfernungscreme auf die zuvor rasierte Operationsstelle auf. Entfernen Sie Haare und Haarentfernungscreme mit einem Wattepad und erwärmen Sie sie Wasser nach 3-4 Min. Stellen Sie sicher, dass die Haut sauber und frei von Haarresten und Haarentfernungscreme ist, damit die Wunde während der Operation nicht kontaminiert wird.

Desinfizieren Sie die Haut mit mehreren abwechselnden Runden Povidon-Jod- oder Chlorhexidin-Peeling, gefolgt von Alkohol. Legen Sie das Tier unter ein Präpariermikroskop und legen Sie ein steriles Tuch um das Operationsgebiet. Machen Sie einen 1-1,5 cm langen Schnitt in der Mittellinie durch die Haut des Halses, beginnend unmittelbar unter dem Kinn. Bemühen Sie sich, den Schnitt so gerade wie möglich zu machen.

(Abbildung 2D). Hinweis: Während der folgenden Schritte muss das Operationsgebiet durch regelmäßiges Auftragen von sterilem, warmem (37 C) 0,9 % NaCl feucht gehalten werden. Schaffen Sie auf beiden Seiten des Schnittes einen subkutanen Raum, indem Sie die Haut mit einer stumpfen Präparierschere vom darunter liegenden Bindegewebe trennen. Achten Sie darauf, die Haut nicht zu stark mit der Pinzette zu kneifen, da dies zu Nekrosen führen und nach der Operation zu einer Beeinträchtigung der Wundheilung führen kann.

Trennen Sie die Ohrspeicheldrüse und die Unterkieferdrüsen mit Wattestäbchenapplikatoren, um die Muskulatur über der Luftröhre freizulegen. Ziehen Sie die linke Speicheldrüse mit einer gebogenen Dissektionspinzette zurück, um die linke Halsschlagader lateral der Luftröhre zu identifizieren (Abbildung 2E). Präparieren Sie die Halsschlagader vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette vom angrenzenden Gewebe.

Seien Sie sehr vorsichtig, um den Vagusnerv, der entlang des Gefäßes verläuft, nicht zu beschädigen. Fahren Sie mit der stumpfen Dissektion fort, um die linke Halsschlagader auf eine Länge von etwa 10 mm freizulegen und sie vollständig von der Gefäßfaszie und dem Vagusnerv zu trennen (Abbildung 2F). Für eine nicht resorbierbare 5-0-Seidennaht unter dem isolierten Teil der Halsschlagader, während Sie das Blutgefäß mit einer gebogenen Pinzette leicht anheben, um die Reibung zwischen der Naht und der Halsschlagader zu verringern, da dies die Gefäßwand leicht beschädigen kann.

Platzieren Sie die Naht kranial, gerade proximal der Bifurkation der Halsschlagader, und bilden Sie eine verknoten und binden Sie es, um das Gefäß dauerhaft zu binden (Abbildung 2G). Befestigen Sie beide Enden der Schädelverschlussnaht mit chirurgischem Klebeband auf dem Operationstisch. Legen Sie eine zweite Verschlussnaht unter die Halsschlagader und platzieren Sie sie kaudal in einem Abstand von ~5 mm zur Schädelnaht (Abbildung 2H).

Es wird für einen vorübergehenden Verschluss des Blutflusses während der Kanülierung der Arterie benötigt. Binden Sie daher einen losen Knoten und fixieren Sie beide Nahtanden mit chirurgischem Klebeband. Legen Sie eine dritte Naht (sichere Naht) zwischen die kraniale und kaudale Verschlussnaht und machen Sie einen losen Knoten (Abbildung 2I). Diese Naht wird benötigt, um den Katheter während der Kanülierung der Arterie an Ort und Stelle zu halten.

Kleben Sie ein Ende der Naht an den Operationstisch. Kanülierung der linken Arteria carotis communis. HINWEIS: Der Sensorbereich des Blutdruckkatheters befindet sich 4 mm vom distalen Ende entfernt und besteht aus einem Schlauch, der eine nicht komprimierbare Flüssigkeit und ein biokompatibles Gel enthält (Abbildung 2B). Da dieser Bereich sehr empfindlich ist, stellen Sie sicher, dass er Frei von Luftblasen und berühren Sie sie zu keinem Zeitpunkt während des Eingriffs.

Biegen Sie die Spitze einer 24-G-Nadel in einen Winkel von ~100, um sie als Kathetereinführhilfe zu verwenden. Ziehen Sie vorsichtig an der kaudalen Verschlussnaht und fixieren Sie sie mit Spannung, um den Blutfluss vorübergehend zu stoppen und die Arterie leicht anzuheben. Stechen Sie mit der gekrümmten Nadel vorsichtig in die Naht proximal zum Schädelverschluss ein (Abbildung 2J). Fassen Sie den Katheter mit einer Gefäßkanülenzange, führen Sie ihn in die kleine Punktion ein und lassen Sie ihn langsam in das Gefäß gleiten.

Ziehen Sie gleichzeitig die gebogene Nadel vorsichtig zurück (Abb. 2K). Wenn der Katheter die kaudale Okklusionsnaht erreicht, ziehen Sie die sichere Naht leicht fest, um den Katheter an Ort und Stelle zu halten (Abbildung 2L). Lockern Sie die kaudale Verschlussnaht, so dass der Katheter weiter bewegt werden kann, bis seine Spitze im Aortenbogen positioniert ist. HINWEIS: Achten Sie darauf, die richtige Einführlänge des Katheters zu bestimmen, da diese von der Größe der Maus abhängt.

Für männliche Mäuse mit C57BL/6J Hintergrund im Alter von 12 Wochen und ~30 g Körpergewicht empfehlen wir, den Katheter einzuführen, bis die integrierte Kerbe die Naht des Schädelverschlusses erreicht. Die korrekte Einführtiefe und Platzierung des Katheters für die spezifische Mauslinie kann nach der Euthanasie des Tieres überprüft werden. Sichern Sie den Katheter nach der korrekten Platzierung mit allen drei Nähten und schneiden Sie die Enden so kurz wie möglich ab.

Ziehen Sie die Knoten nicht zu fest, da dies den empfindlichen Blutdruckkatheter beschädigen kann. Abbildung 2: Implantation eines kombinierten EKG- und Blutdrucktransmitters – Kanülierung der linken Halsschlagader. (A) Der Telemetriesender besteht aus einem Druckkatheter, zwei Biopotentialelektroden und dem Gehäuse des Geräts. (B) Schematische Darstellung des Druckkatheters. Der Sensorbereich besteht aus einer nicht kompressiblen Flüssigkeit und einem biokompatiblen Gel.

Der Katheter muss in die Halsschlagader eingeführt werden, bis die Kerbe auf Höhe der Schädelverschlussnaht ist, um die richtige Position im Blutgefäß zu gewährleisten. (C) Anästhesierte C57BL/6J-Mäuse, die für die chirurgische Senderimplantation vorbereitet wurden. (D-L) Bildsequenz, die den chirurgischen Eingriff zur Kanülierung der linken Halsschlagader zeigt. (D) Schnitte in der Gebärmutterhalshaut. (E) Exponierte Luftröhre zur Identifizierung der linken Halsschlagader, die sich lateral der Luftröhre befindet.

(F) Stumpfe Dissektion, um die Arterie vom angrenzenden Gewebe und dem Vagusnerv zu isolieren. (G) Permanente Ligatur der linken Halsschlagadern mit Naht im Schädelverschluss. (H) Spannung, die auf die kaudale Okklusionsnaht ausgeübt wird, um den Blutfluss vorübergehend zu stoppen. (I) Befestigen Sie die Naht, um den Katheter während der Kanülierung an Ort und Stelle zu halten. (J) Kanüle mit gebogener Spitze zum Einführen des Katheters in das Blutgefäß.

(K) Der Druckkatheter wird in die Halsschlagader eingeführt. (L) Die Katheterspitze wird in den Aortenbogen gelegt und der Katheter mit der Mittelnaht gesichert. Der Maßstabsbalken in D – L zeigt 4 mm. Nachdruck von16. Klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Lage von Gehäuse des Telemetriegeräts in einer subkutanen Tasche auf der linken Seite der Maus (Abbildung 3). Bilden Sie einen subkutanen Tunnel vom Hals zur linken Flanke des Tieres und formen Sie mit einer kleinen, stumpfen Präparierschere einen kleinen Beutel (Abbildung 3B).

Spülen Sie den Tunnel mit einer 1-ml-Spritze, die mit warmer, steriler 0,9%iger NaCl-Lösung gefüllt ist, und führen Sie ~300 ? L der Lösung im Beutel (Abbildung 3C). Heben Sie die Haut vorsichtig mit einer stumpfen Pinzette an und führen Sie den Körper der Sendeeinheit in den Beutel ein (Fig. 3D). Achten Sie bei diesem Schritt sehr darauf, den Blutdruckkatheter nicht aus der Halsschlagader zu ziehen.

Mit einer stumpfen Präparierschere einen dünnen Tunnel zum rechten Brustmuskel formen und die negative (farblose) Elektrode mit einer stumpfen Pinzette in den Tunnel einführen. Befestigen Sie das letzte Ende des Drahtes mit einem Stich am Brustmuskel mit resorbierbarem Nahtmaterial 6-0 (Abbildung 3E). Bilden Sie eine Schlaufe in den positiven (roten) Draht und legen Sie die Spitze in den linken Schwanz Rippenregion und sichern Sie ihre Position mit einer Naht mit resorbierbarem Nahtmaterial 6-0.

HINWEIS: Es ist wichtig, dass beide Drähte über ihre gesamte Länge flach am Körper anliegen, um Gewebereizungen zu vermeiden (Abbildung 3F). Verschließen Sie die Haut mit einfachen Knoten mit 5-0 nicht resorbierbarem Nahtmaterial (Abbildung 3H). Tragen Sie außerdem eine kleine Menge Gewebekleber auf jeden Knoten auf, um zu verhindern, dass das Tier in die Naht beißt, und um eine Dehiszenz zu verhindern. Tragen Sie Povidon-Jod-Hydrogel 10% auf die Wunde auf, um eine Wundinfektion während der Erholungsphase zu verhindern.

Zur vorbeugenden Schmerzlinderung injizieren Sie 5 mg/kg Carprofen in 0,9 % NaCl subkutan, während die Maus noch unter Narkose steht. Stellen Sie eine Heizplattform auf 39 1 °C ein und platzieren Sie die Maus in einem separaten Käfig. Legen Sie die Hälfte des Käfigs für 12 Stunden nach der Operation auf die Plattform und bringen Sie die Maus in den warmen Bereich. Wenn das Tier aus der Narkose erwacht, hat es die Möglichkeit, im warmen Bereich zu bleiben oder sich in den kälteren Teil des Tieres zu begeben Gebracht.

Abbildung 3: Implantation eines kombinierten EKG- und Blutdrucktransmitters – subkutane Platzierung der EKG-Elektroden und des Gerätekörpers. (A) Mäuse nach dem Einführen des Blutdruckkatheters. Die Katheterposition wird durch die Okklusionsnähte gesichert. (B) Bildet mit einer stumpfen Schere eine subkutane Tasche auf der linken Seite des Tieres. (C) Der Beutel wird mit ~300 ? L warme sterile Kochsalzlösung.

(D) Das Gehäuse des Geräts befindet sich in der Unterhauttasche. (E) Das terminale Ende (farblos) der negativen Elektrode wird mit resorbierbarem Nahtmaterial am rechten Brustmuskel befestigt. (F) Fixierung der positiven Elektrode (rot) am linken Interkostalmuskel. (G) Platzierung einer dauerhaften Naht auf dem Brustmuskel, um die Position der EKG-Elektroden zu sichern. (H) Die Maus nach dem Hautverschluss.

Die subkutane Position der EKG-Elektrodenspitzen ist durch rote Kreise gekennzeichnet. Zu Demonstrationszwecken wurde ein totes Tier verwendet, um diese Bilder zu machen. Befolgen Sie sterile Verfahren, wenn Sie ein lebendes Tier verwenden. Nachdruck Vom 16. Klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Postoperative VersorgungZur postoperativen Schmerzlinderung injizieren Sie 3-5 Tage lang alle 12 Stunden 5 mg/kg Carprofen in 0,9 % NaCl subkutan, bis die Wunde verheilt ist.

Injizieren Sie 10 μl/g warme Ringer-Laktatlösung intraperitoneal, um das Tier vor Dehydrierung zu schützen. Lassen Sie die Maus 2-3 Wochen lang erholen, bevor Sie die ersten Telemetriemessungen durchführen. Überwachen Sie den allgemeinen Gesundheitszustand, die Wundheilung, das Körpergewicht sowie die Nahrungs- und Wasseraufnahme während der Erholungsphase genau. Töte die Maus am Ende des Experiments, indem du Kohlendioxid (CO2) einatmest.

HINWEIS: Eine Gebärmutterhalsluxation oder -enthauptung wird als Euthanasiemethode nicht empfohlen, da dies Teile des EKG- und Blutdruck-Schleifgeräts beschädigen kann. Datenerfassung.Ergreifen Sie Maßnahmen, um akustisches und elektronisches Rauschen während der Datenaufzeichnung zu vermeiden. Beschränken Sie außerdem den Zugriff auf das Personal während der Dateneingabe und schließen Sie alle Tierhaltungsverfahren ab, bevor Experiment.

Platzieren Sie den Käfig des Tieres auf der Telemetrie-Empfängerplatte und schalten Sie den Telemetriesender ein, indem Sie einen Magneten in die Nähe des Tieres bringen. Kontinuierliche EKG-, Blutdruck- und Aktivitätsaufzeichnungen über 72 Stunden (12-Stunden-Dunkel-/Lichtzyklus) mit der Datenerfassungssoftware (Abbildung 4).

Analyse des zirkadianen Rhythmus von Herzfrequenz, Blutdruck und Aktivität. Überprüfen Sie das Auftreten eines regelmäßigen zirkadianen Rhythmus von Herzfrequenz, Blutdruck und Aktivität mit Hilfe der Datenerfassungssoftware12 (Abbildung 5). Datenanalyse einschließlich Bestimmung der Barorezeptorsensitivität nach der Sequenzmethode unter Verwendung von EKG- und Blutdruckanalysesoftware. Exportieren von Blutdruck- und HR-Daten aus der Datenerfassungssoftware in die EKG- und Blutdruckanalysesoftware (Ergänzende Datei 2).

Verwenden Sie die folgende Befehlsreihenfolge: Öffnen Sie die EKG- und BP-Analysesoftware > Datei > Rohdaten von Konvertern > Nicht-IOX-Rohdaten konvertieren. Klicken Sie im neuen Fenster auf Datei > Dataquest ART4-Daten laden. Öffnet Ein neues Fenster, wählen Sie die Datendatei für den Export aus > Neues Fenster öffnet sich, wählen Sie Tiere aus der Liste "Themen" und wählen Sie EKG und BP aus der "Wellenformliste" und drücken Sie OK.

Wählen Sie Tiere aus, von denen die Daten konvertiert werden sollen, indem Sie auf Daten konvertieren > auf Binäre IOX-Site-Datei erstellen klicken. Öffnen Sie die IOX-Binärspeicherortdatei in der EKG- und Blutdruckanalysesoftware mit der folgenden Befehlsfolge: Datei > IOX-Daten laden > Wählen Sie BP- und EKG-Spur aus > tippen Sie auf das grüne Häkchen. HINWEIS: Die folgenden Datenverarbeitungsparameter sind für Daten von Wildtyp-Mäusen optimiert und sollten prinzipiell für alle Mausmodelle geeignet sein, die im präklinischen Bereich verwendet werden.

Eine Anpassung dieser Parameter kann jedoch erforderlich sein, wenn mit bestimmten Versuchsmodellen gearbeitet wird, wie z. B. Mäusen mit extrem hohen oder niedrigen HR- und/oder BP-Werten oder verschiedenen Nagetierarten. In jedem Fall müssen die Parameter der Datenverarbeitung sorgfältig überprüft werden, um sicherzustellen, dass sie das spezifische Modell, das untersucht wird. Für die Einstellungen für EKG-, BP- und BRS-Analysen siehe Zusatzdatei 3.4.

Passen Sie für die BRS-Analyse an Mäusen die BRS-Parameter so an, dass nur Sequenzen von drei (oder mehr) Beats erkannt werden, die eine Verzögerung zwischen SBP und RR von einem Hub aufweisen, und stellen Sie den SBP- und RR-Änderungsschwellenwert auf 0,5 mmHg und 2 ms ein. Stellen Sie sicher, dass der Korrelationskoeffizient der Steigung der Regressionslinie aus RR/SBP-Diagrammen größer als 0,75 ist, und analysieren Sie nur Abschnitte, die einen stabilen Sinusrhythmus aufweisen.

Stellen Sie die Parameter für die EKG-, BP- und BRS-Analyse entsprechend mit der folgenden Befehlsfolge ein: Passen Sie > Analyseeinstellungen an > neues Fenster öffnet die EKG-Einstellungen an (klicken Sie mit der rechten Maustaste in das Fenster "EKG-Modus und Signalfilterung" (Anhang Datei 3)). Stellen Sie die Parameter wie hier beschrieben ein. Modus: EKG, nur RR, Filtermodus: automatisch, entsprechend eingestellter Herzfrequenz, Erwartete Herzfrequenz: bpm > 300, - Breite des Baseline-Entfernungsfilters (ms): 100,00, Breite des Rauschentfernungsfilters: 1,00 ms, Kerbfilter: 50,0 Hz, Spike-Entfernungsfilter: Aus, Drop-Out-Erkennungsmodus: Aus, Max.

RR-Längen (ms): 900,00, RR von angepassten R-Peaks: Aus, RR_only Einstellmodus: Xbang: Maus, R-Top-Breite (ms): 10,00, PR-Breite (ms): 20,00, RT-Breite (ms): 50,00, Max. Interbeat-Artefakt (%): 50,00, R-zu-anderem-Amplitudenverhältnis: 3,00, R-Top-Zeichen: Positiv & Compute Extra Parameter: Aus Für die Blutdruckeinstellungen (BP, Druckeinstellungen), klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das Fenster "BP Analyzer" (Zusatzdatei 4).

Stellen Sie die Parameter wie hier beschrieben ein. Breite des Rauschentfernungsfilters (ms): 10,00, Breite des abgeleiteten Filters (ms): 6,00, Hack-Filter: 50,0 Hz, Filter zum Entfernen der Spitze: aus, Validierungsschwellenwert (cal unit): 12,00, Schwellenwert für die Ablehnung (cal U/s): 8,00, Ableitung beim Start Lookup (cal U/s): 10,00, Bounce Limits: Aus, Verzögerung aus Referenz-EKG: benutzerdefiniertes Fenster, Minimale Verzögerung vom EKG-Rpeak (ms): 10,00, Maximale Verzögerung vom EKG-Rpeak (ms): 250,00, Conduct_time_1 von Marke: nicht berechnet, Conduct_time_2 von Marke: nicht berechnet, BR (Atemfrequenz): aus, BRS (Baroreflex-Empfindlichkeit): an, Minimale Schläge in Folge: 3, Schlagzahl: 1, Druckwert: SBP, Markierung zur Berechnung des Pulsintervalls: R, Minimale Druckvariation (caIU): 0,50, Minimale Intervallvariation (ms): 2,00, Minimale Korrelation: 0,75 Untersuchen Sie das Aktivitätssignal auf eine 3-stündige Sequenz geringer Aktivität.

Führen Sie die BRS-Analyse in diesem Zeitfenster durch, da eine hohe Aktivität bei den Tieren die Korrelation von BP und RR beeinträchtigt. Führen Sie während dieses 3-Stunden-Fensters eine BP- und RR-Analyse durch, während Sie die 3-Stunden-Analyse in 10-Minuten-Schritte aufteilen. Führen Sie die BRS-Analyse mit der folgenden Befehlsfolge durch: Öffnen Sie das Fenster BRS Analytics > View > BRS Analysis.

Dadurch wird das BRS-Analyse-Dashboard geöffnet. Überprüfen Sie manuell jede Sequenz, die in der BRS-Analysepanel und schließen ektopische Pace, Sinuspausen, arrhythmische Ereignisse oder verrauschte Daten aus. Stellen Sie sicher, dass Sie jede einzelne Art solcher Sequenzen ungültig machen, um sie erfolgreich aus der Analyse auszuschließen. Exportieren Sie die Ergebnisse der BRS-Analyse in eine Tabellenkalkulationsdatei (Ergebnisdatei).

Ändern Sie die Parameter, die in die Tabellenkalkulationsdatei exportiert werden, indem Sie die folgende Befehlsfolge verwenden (Erweiterungsdateien 5, 7): Passen Sie > Parameter in der Liste/in der Datei > Abschnitt > txt an (Erweiterungsdatei 5). Wählen Sie den Abschnitt "Beats" und alle anderen Abschnitte aus, die interessante Informationen enthalten, mit Ausnahme des ungültigen Beats-Abschnitts. Passen Sie > Parameter in Liste/In Datei > Schritt > txt (Erweiterungsdatei 6) an.

Wählen Sie die zu exportierenden Schrittwerte aus. Setzen Sie > Parameter in der Liste/in die Datei > wählen Sie -> txt (Erweiterungsdatei 7). Stellen Sie sicher, dass der Beats-Bereich der Datei mindestens die folgenden Daten für jeden Beat enthält. ECG_RR, ECG_HR, BP_SBP, BP_BRS_deltaP, BP_BRS_# (= aufeinanderfolgende Beat-Intervalle in der Sequenz), BP_BRS_slope, BP_BRS_correl, BP_BRS_shiftl (=RR für aufeinanderfolgende Beats) Klicken Sie dann auf Datei > Ergebnisdatei speichern.

Sortieren Sie exportierte Daten nach Auf- und Abwärtssequenzen mit der Filterfunktion in Excel (Zusatzdatei 8). Berechnen Sie die Anzahl der Sequenzen, die durchschnittliche BRS-Steigung, die Standardabweichung und den Standardfehler der BRS-Steigung für Aufwärts- und Abwärtssequenzen separat. Berechnen Sie auch die Gesamtanzahl der Sequenzen pro 1000 Beats. HINWEIS: Eine Tabellenkalkulationsvorlage (TemplateBRS) für die automatische Sortierung und Analyse von Auf- und Ab-Sequenzen ist im Anhang (Ergänzungsdatei 8) enthalten und erleichtert die Analyse.

Durch Anpassen der Filterfunktion können Sie Sequenzen nach verschiedenen Beat-Nummern sortieren (z.B. drei- oder viertaktige Sequenzen). Weitere Informationen finden Sie unter Erweiterungsdateien 9-13.Öffnen Sie die Ergebnisdatei und die Excel-Datei TemplateBRS (Zusatzdatei 8). Kopieren Sie Daten aus den folgenden Spalten aus Ergebnisdatei: (Druck)_BRS_deltaP, (Druck)_BRS_# und (Druck)_BRS_slope (Zusatzdatei 9).

Fügen Sie die Daten in die entsprechenden Spalten der Arbeitsblätter "Up-Sequences" und "Down-Sequences" der TemplateBRS-Datei (Ergänzungsdatei 10) ein. Kopieren Sie zusätzlich die Daten in der column_BRS_SBP (Drucken) aus der Ergebnisdatei (Ergänzungsdatei 11) und fügen Sie sie in die Tabelle "Alle Sequenzen" der TemplateBRS-Datei (Ergänzungsdatei 12) ein. HINWEIS: Die Zahl in der Spalte (Pressure)_BRS_# wird nur im letzten Takt einer Sequenz angezeigt und zeigt die Sequenzlänge an.

Auf- und Abwärtssequenzen können durch das Vorzeichen von (Pressure) unterschieden werden_deltaP dem Wert. Negative Werte für den zweiten und dritten Schlag einer Dreitakt-Sequenz deuten auf eine Abwärtssequenz hin. Positive Werte deuten auf eine Aufwärtssequenz hin. Filtern Sie kopierte Daten mit den Standardfiltereinstellungen. Klicken Sie auf das Filtersymbol für die Spalte (Pressure)_BRS_# und drücken Sie "ok" (Supplemental File 13).

Verwenden Sie diesen Schritt in den Arbeitsblättern "Sequenzen nach oben" und "Sequenzen nach unten". Das Arbeitsblatt filtert nach Dreitaktsequenzen. Wenn andere Sequenzlängen angefordert werden, muss die Einstellung für diese Spalte im Dropdown-Menü geändert werden. Berechnungen für die Anzahl der Sequenzen, die durchschnittliche BRS-Steigung, die Standardabweichung und den Standardfehler für die BRS-Steigung werden in den grünen Feldern in den Arbeitsblättern "Aufwärtssequenzen" und "Abwärtssequenzen" angezeigt.

Berechnungen für die Gesamtzahl der Sequenzen pro 1000 Schläge werden im grünen Feld im Arbeitsblatt "Alle Sequenzen" angezeigt.